德吉,丹增,卓玛央宗,巴贵,阿旺措吉,次仁德吉,边巴卓玛,索朗达[1]（2021）在《褪黑激素影响绒山羊毛囊生长发育相关基因表达的研究进展》文中研究表明褪黑激素是动物体内广泛存在的一种小分子吲哚类激素,是基于光周期、季节性及生殖节律的一种神经内分泌激素,它对绒山羊的皮肤毛囊发育和绒毛生长等生理过程具有重要的调控作用。文章综述了褪黑激素对绒山羊毛囊生长发育相关基因表达的影响,揭示了褪黑激素对绒山羊毛囊生长发育的调控作用及其可能的机制,为提高绒山羊绒毛产量和质量提出可靠高效的解决方案提供参考,从而在理论和技术双层面实现小批量和低品质的选择和繁殖方面的突破。
柴圆[2]（2021）在《绒山羊硫代谢基因和高硫蛋白基因家族及其成员参与绒毛生长调控的研究》文中进行了进一步梳理山羊绒毛被誉为“纤维宝石”和“软黄金”,具有细而柔软,光泽良好,保暖性能强等优点,可用于制造各种轻、柔、美、薄、暖的针织品和纺织品。山羊绒毛主要由角质蛋白构成,角质蛋白含有丰富的含硫氨基酸。含硫氨基酸从毛囊周围的血管进入到毛囊周围的细胞外空间,穿过结缔组织鞘,经外根鞘细胞到内根鞘细胞,最后进入绒毛纤维的皮质细胞,这个过程涉及到血液、皮肤、毛囊三个组织中硫代谢系统的协调配合。含硫氨基酸和无机硫能够促进羊毛生长,是因为它们能够刺激合成代谢,增加可用于角蛋白合成的底物供给。硫与氮代谢密切相关,氮硫比受褪黑激素影响变化后促进绒毛生长。我们将褪黑激素和硫代谢基因以及高硫蛋白基因进行整合分析,以期发现硫代谢基因以及高硫蛋白基因影响绒毛生长的机制,参与这些机制基因的表达将作为本研究的重要的切入点。本研究主要研究绒山羊绒毛生长不同阶段硫代谢基因和高硫蛋白基因在皮肤组织和血液组织的表达规律;高硫蛋白基因等位基因特异性表达（ASE）分析;同时研究硫代谢基因、高硫蛋白基因与皮肤和血液基因的调控关系;另外通过分析埋植褪黑激素和对照组间皮肤、血液基因的变化情况,解析褪黑激素对皮肤、血液基因表达调控的作用。1.绒山羊所有注释基因中共发现53个高硫蛋白基因,硫代谢基因321个。皮肤特异表达硫代谢基因10个,血液特异表达硫代谢基因1个,皮肤和血液共表达硫代谢基因310个。高硫蛋白基因在皮肤中2月-5月基因表达丰度呈现出下降趋势,随后6月-9月表达呈上升趋势;52个高硫蛋白基因对应的蛋白质氨基酸表达模式与其他基因不同,半胱氨酸丰度较其他氨基酸高,丝氨酸次之。硫代谢基因在皮肤组织1月-6月表达趋势升高,7月表达缓慢下降,而在血液组织中随着月份的增加呈现出整体下降的趋势,7月后表达逐渐上升;皮肤中硫代谢基因差异上调个数比血液多。硫代谢基因可能在皮肤组织中发挥核心调控功能。2.皮肤高硫蛋白基因的表达与279个节律基因的表达相关。节律基因受褪黑激素影响后,7月表达发生转折。3月-6月对照组基因表达高于埋植组,7月-10月埋植组基因表达高于对照组。高硫蛋白基因与节律基因间的调控关系也受到褪黑激素的影响。由此说明,高硫蛋白基因、节律基因与褪黑激素间可能互相调控。3.53个高硫蛋白基因分布在山羊的1号染色体3M-4M和144M区域和19号染色体上40M-41M区域,我们发现19号染色体中40M-41M区域发生ASE的数量在全年绒毛生长时期较其他区域明显增多。1号染色体和19号染色体受褪黑激素影响后SNP的表达调控模式更为模块化。对照组29个高硫蛋白基因定位于19号染色体SNP高密度区;埋植组30个高硫蛋白基因定位于19号染色体中SNP高密度区。47个高硫蛋白基因与ASE转录因子和ASE转录辅因子表现出显着互作关系。4.86个高表达硫代谢基因与23个组织特异性表达基因的表达量显着相关。硫代谢基因CTH、CDO1、AHCY、MAT1A参与半胱氨酸代谢过程、硫氨基酸代谢过程,分别与PSMD12、ST6GALNAC2、SLC25A4、YWHAE和TUBA1C、RAD23B显着相关,这些基因仅在埋植组差异表达（皮肤VS血液）,尤其在皮肤中表达上调,主要参与细胞能量代谢与细胞周期功能。由此说明,褪黑激素可能通过特异性上调皮肤中与细胞能量代谢以及细胞周期有关的基因进而激活硫代谢基因的表达,这对硫代谢基因受褪黑激素调控参与绒毛生长周期转换有了新的认识。5.绒山羊皮肤、血液基因的表达受褪黑激素影响。对照组皮肤组织休止期3月和休止期12月、1月、2月的差异基因数目随着休止期的结束逐渐减少;兴盛期初期4月和末期9月差异基因最多;退行期和兴盛期之间差异基因变化最多。对照组血液基因表达整体变化规律为1月-4月、10月-12月各月与6月、7月、8月差异基因较比其他月份差异基因数量增多。持续埋植褪黑激素后皮肤5月、6月、7月基因活动较为活跃,血液基因活动在11月份较全年其他月份丰富。不同组织间差异基因所参与的绒毛生长通路呈现组织特异性上调趋势,埋植组血液组织特异上调11个信号通路,埋植组皮肤组织特异上调9个信号通路;仅在埋植组组织特异性表达基因参与WNT信号通路和有机酸代谢通路,有机酸代谢信号通路是硫代谢过程的重要途径,这也表明了褪黑激素对硫代谢过程的影响。
海尔汗[3]（2021）在《chi-miR-370-3p对内蒙古绒山羊毛囊形态发生调控作用的研究》文中进行了进一步梳理microRNAs（miRNAs）是一类长度约为22nt的非编码RNA,它在多个生物学过程中对m RNA发挥转录后调控作用。绒山羊毛囊形态发生的标志性事件是上皮细胞、真皮成纤维细胞形成基板（Placode,PC）和真皮聚集（Dermal Condensate,DC）,这期间涉及到多个信号分子动态调节,但这些关键信号分子诱导的相关细胞生物学机制尚未见报道。本研究对课题组前期构建的内蒙古绒山羊胎儿期皮肤组织miRNAs时序表达谱进行差异表达分析和生物信息学分析,筛选出与内蒙古绒山羊与PC、DC形成相关的关键miRNA及其靶基因,通过实时荧光定量（Quantitative real-time PCR,qRT-PCR）和双荧光素酶报告系统对该miRNA及其靶基因的靶向关系进行鉴定,利用qRT-PCR和Western blot验证在上皮细胞、真皮成纤维细胞中该miRNA对其靶基因的调控作用,采用DNA染色法、CCK8法、Annexin V-FITC/PI双染色法、细胞划痕试验检测该miRNA对上皮细胞和真皮成纤维在细胞周期、增殖、凋亡、迁移等方面的影响。主要结果如下:1.chi-miR-370-3p是内蒙古绒山羊胎儿期毛囊形态发生阶段的关键miRNA;qRT-PCR、双荧光素酶报告系统结果显示TGF-βR2、FGFR2是chi-miR-370-3p的靶基因。2.qRT-PCR、Western blot结果显示,chi-miR-370-3p在上皮细胞和真皮成纤维细胞中对TGF-βR2、FGFR2在m RNA、蛋白水平上均有显着的负调控作用。3.DNA染色法、CCK8法结果显示chi-miR-370-3p可增加上皮细胞和真皮成纤维细胞在细胞周期中G0/G1的占比,抑制细胞增殖。Annexin V-FITC/PI双染色法结果显示,chi-miR-370-3p对上皮细胞和真皮成纤维细胞凋亡无显着变化。4.chi-miR-370-3p通过靶向调控TGF-βR2、FGFR2提高上皮细胞和真皮成纤维细胞的迁移能力。
赵孟丽[4]（2021）在《绒山羊皮肤组织转录组分析及KRTAP基因对绒品质的影响》文中研究指明山羊绒是高档纺织原料,为了挖掘影响产绒量和绒品质的基因,探索山羊绒的生长发育机制,本研究选取子午岭黑山羊（低产绒量）和辽宁绒山羊（高产绒量）为研究对象,利用转录组测序技术（transcriptome sequencing,RNA-Seq）、实时荧光定量PCR（real-time fluorescent quantitative PCR,RT-qPCR）及聚合酶链式反应-单链构象多态性（polymerase chain reaction single-strand conformation polymorphism,PCR-SSCP）等方法,探究了绒山羊皮肤组织的表达谱特征,并分析了3个角蛋白关联蛋白基因（keratin association protein genes,KRTAPs）对羊绒性状的影响。主要研究结果如下:（1）对子午岭黑山羊和辽宁绒山羊皮肤组织样转录组分析筛选,共得到668个差异表达基因。其中340个在辽宁绒山羊皮肤组织中表达量上调,328个表达量下调,差异表达基因中与绒纤维性能存在关联的KRTAPs基因及KRTAP-like基因表达量均下调。GO和KEGG富集发现,差异上调基因主要出现在胞外基质中,与免疫、细胞迁移及细胞因子受体间相互作用和造血相关。下调表达基因主要出现在色素颗粒及中间丝细胞骨架中,与酶活性及黑色素代谢相关。（2）采用PCR-SSCP技术在375只子午岭黑山羊中研究差异表达基因KRTAP15-1序列变异对羊绒性状的影响。结果显示,在该基因中检测到6个变异体（分别命名为CAPHI-KRTAP15-1*A-CAPHI-KRTAP15-1*F）和8个单核苷酸多态性（single nucleotide polymorphisms,SNPs）位点。其中5个SNPs是非同义突变,导致了对应氨基酸的变化。关联分析发现,KRTAP15-1基因的变异影响羊绒的平均纤维直径,变异体A的存在与平均纤维直径的减少相关,且这种效应占主导地位;而变异体C被发现与平均纤维直径的增加相关,但其影响是隐性的。在育种工作中,若增加变异体A而减少变异体C的含量,可降低绒纤维的直径。（3）在鉴定山羊KRTAP27-1基因的基础上,采用PCR-SSCP方法分析该基因的序列变异,发现3个序列变异体（分别命名为CAPHI-KRTAP27-1*ACAPHI-KRTAP27-1*C）。这些序列与人类KRTAP27-1序列具有较高的相似性。在该基因编码序列中共检测到2个SNPs,其中1个是非同义SNP（c.413C/T;p.Ala138Val）,即引起了对应氨基酸种类的改变;另一个是同义SNP（c.495C/T）。相关性分析发现变异体B的存在会造成羊绒纤维直径变粗,基因型AB和BB的平均纤维直径高于AA基因型山羊,但AB和BB基因型的平均纤维直径无差异。这表明在育种工作中,减少变异体B在山羊群体中的含量,可降低羊绒纤维的直径。（4）在鉴定山羊基因组中KRTAP1-2基因的基础上采用PCR-SSCP方法分析,在该基因中发现了6个序列变异（分别命名为CAPHI-KRTAP1-2*ACAPHI-KRTAP1-2*F）。这些序列与绵羊KRTAP1-2序列同源性最高。在该基因编码序列中发现一个60-bp的缺失和一个15-bp的插入,还发现了5个SNPs,其中包括2个非同义SNPs。山羊KRTAP1-2基因在子午岭黑山羊皮肤中的表达量显着高于在辽宁绒山羊皮肤中的表达量（P<0.05）。相关性分析发现,山羊KRTAP1-2的变异与羊绒纤维重量有关,与纤维直径和长度无关。当变异体B存在时可显着降低羊绒纤维的重量,在育种中,减少变异体B在山羊群体中的含量,可提高羊绒纤维的产量。综上可见,本研究获得了子午岭黑山羊和辽宁绒山羊皮肤组织的基因表达谱,并筛选了与绒品质密切相关候选基因KRTAP15-1,分析发现该基因核苷酸的变异对绒纤维直径产生影响。而新鉴定的山羊KRTAP27-1基因和KRTAP1-2基因也可作为改良绒纤维直径和重量的标记基因。
王建芳[5]（2021）在《H3K27me3在陕北白绒山羊毛囊周期性再生中的作用》文中进行了进一步梳理绒山羊作为重要的经济动物之一,以生产优质羊绒而着称,如何提高羊绒产量和绒毛品质一直以来备受研究者和生产者的关注。毛囊发育的周期变化直接影响羊绒产量和绒毛品质,这一过程受到多种基因和信号通路的共同调控,表观遗传修饰在协调体内基因表达情况,响应环境变化中发挥着至关重要的作用。在多种表观遗传修饰的研究中,有关组蛋白修饰对毛囊周期变化的影响多见于小鼠上,在绒山羊皮肤毛囊发育中的研究未见报道。H3K27me3作为重要的组蛋白修饰之一,对维持哺乳动物毛囊正常发育具有重要调控作用,因此,本研究主要探究H3K27me3对绒山羊毛囊周期再生调控的分子机制,以期为绒山羊绒毛提质增效提供理论依据。本研究选用3只成年陕北白绒山羊作为研究对象,分别采集其在生长期、退行期和休止期的皮肤组织样,利用染色质免疫共沉淀——测序技术（chromatin immunoprecipitation followed by sequencing,ChIP-seq）分析H3K27me3在不同时期对功能基因的修饰情况,通过筛选差异结合位点并进行功能注释和通路富集分析,进一步探究H3K27me3在毛囊再生周期中的调控作用;利用RNA-seq技术分析不同时期基因在转录水平上的差异;联合分析ChIP-seq和RNA-seq数据,筛选受H3K27me3直接作用的潜在靶基因,分析H3K27me3对毛囊发育相关基因的调控机制。主要试验结果如下:1.ChIP-seq分析结果表明,H3K27me3主要富集在基因的TSS区域,在陕北白绒山羊毛囊周期发育过程中存在动态修饰作用,生长期表现出高甲基化状态,退行期表现出低甲基化状态,休止期的甲基化状态介于生长期和退行期;对差异结合位点进行分析并对位于promoter区的peaks进行基因注释,结果发现生长期和退行期间共有7946个差异修饰基因（differentially modified genes,DMGs）,生长期与休止期间有2419个DMGs,休止期与退行期间有397个DMGs。GO和KEGG富集分析表明,这些DMGs能够参与细胞、生物调控、发育和代谢等过程以及刺激响应,并参与MAPK、Hippo、Rap1和Focal adhesion等多条与毛囊周期发育相关的信号通路。2.RNA-seq分析结果表明,陕北白绒山羊毛囊不同发育时期共有1301个差异表达基因（differentially expressed genes,DEGs）,其中,生长期和退行期间有1147个DEGs,生长期和休止期间有61个DEGs,休止期和退行期间有178个DEGs。GO和KEGG功能注释分析结果表明,这些DEGs同样也参与响应刺激、生物调控、发育和代谢等过程,以及PI3K-Akt、Wnt、AMPK和Rap1信号通路以及Focal adhesion等与毛囊周期发育相关通路,发现了潜在参与绒山羊毛囊周期发育的关键基因,包括SOX9、LHX2、LGR5、DBP、NR1D1、SOCS3和NR4A1等。3.ChIP-seq和RNA-seq联合分析共获得550个受H3K27me3直接调控的潜在靶基因,主要为生长期和退行期间差异表达的基因。相对于退行期,组蛋白高甲基化修饰主要发生在生长期,受到修饰的DEGs有273个在生长期低表达,274个在生长期高表达,低表达的DEGs中的高差异基因COL1A1、NR4A1、SOCS3、ETS1以及SERPINE1与细胞凋亡有关,这些基因更利于生长期毛囊的再生和退行期毛囊细胞稳态的维持。生长期高表达的基因KRT17、SOX9、LGR5、LHX2、DBP和NR1D1与细胞增殖和毛囊周期发育有关,通过预测H3K27me3结合位点的转录因子结合基序,发现H3K27me3可能通过影响Sp/KLF家族抑制因子在靶基因上的结合而影响基因的表达。综上所述,陕北白绒山羊毛囊的周期性发育与H3K27me3对毛囊发育相关基因的动态修饰作用有关,表现在生长期H3K27me3高修饰,退行期低修饰,休止期H3K27me3修饰作用逐渐上升,这一特点对维持绒山羊毛囊在整个发育周期的有序变化至关重要。本研究结果为深入探究绒山羊毛囊生长发育的调控机制提供了新思路,为改善绒山羊绒毛品质提供科学依据。
张稳,刘罗兰,冯登侦,李新海[6]（2021）在《哺乳动物毛囊周期性生长调控机制的研究进展》文中进行了进一步梳理毛囊是哺乳动物特有的皮肤附属器官,循环经历着生长期、退行期和休止期,每个时期都受一系列基因及其他相关因子的调控。目前,关于毛囊生长发育及调控机制的研究取得了较大的进展,尤其是在毛囊干细胞的活化、增殖、分化方面。本文简要介绍了毛囊的周期性生长过程,概括了褪黑素及毛囊相关基因和信号通路在毛囊上的研究进展,阐述了非编码RNA和其他相关蛋白质/细胞对毛囊周期性生长的调控机制,期望能够为构建毛囊生长发育的分子调控网络及深入探讨毛囊周期性生长的调控机制提供借鉴,为利用现代分子生物技术改善毛用动物绒/毛的品质提供理论依据。
吕雪峰[7]（2020）在《中国美利奴羊次级毛囊发育关键基因鉴定与表达分析》文中进行了进一步梳理毛囊形态发生起始于胚胎期,出生前即完成。美利奴羊首先形成的是初级毛囊（PF）,其次是次级毛囊（SF）,然后是从SF分枝形成的次级衍生毛囊（SDF）,其毛囊形态发生和发育决定着羊毛的产量和品质。目前,关于SF发育和分枝机制尚不清楚,已经报道妊娠期营养不良会造成胎儿毛囊密度减小,为了解中国美利奴羊毛囊形态发生和发育机制,将30只妊娠母羊分为5组,每组分别包括营养限饲（n=3）和正常饲喂（n=3）母羊,营养限饲时段分别为妊娠55-85d、85-105d、105-135d、妊娠135d到产后7d、产后7-35d,限饲母羊采食量为正常饲喂的75%。限饲后,定期检测母羊血液生化指标变化情况,每个限饲时段结束后,测量胎儿的体尺、体重和内脏器官重量,观察毛囊形态发育情况,统计PF和SF的数量,计算次级/初级毛囊密度比值（S/P）,选择正常饲喂和营养限饲后毛囊密度变化显着的皮肤样品进行转录组测序和蛋白质组测序,通过GO、KEGG富集和蛋白互作分析,筛选影响毛囊发育的关键基因,并利用免疫组化、real-time荧光定量的方法检测这些关键基因在不同妊娠期胎儿毛囊中的表达。结果如下:1.在营养限饲后第28d,母羊血液中游离脂肪酸（FFA）含量显着高于正常饲喂组（p<0.05）;限饲后,胎儿体重、体尺、心、肝、脾、肺等器官重量与正常饲喂组相比差异不显着（p>0.05）;妊娠105-135d限饲组胎儿SF密度和S/P值显着低于正常饲喂组（p<0.05）,其余各组差异不显着（p>0.05）。说明75%的正常饲喂量,短期限饲对妊娠母羊机体代谢和胎儿的生长发育影响不大,但抑制了妊娠105-135d胎儿次级毛囊的发育,导致次级毛囊密度显着降低。2.通过毛囊形态学分析,发现在妊娠135d,限饲组胎儿SF密度和S/P值与正常饲喂组相比差异显着,因此,选择了妊娠105d（D105）、正常饲喂至妊娠135d（D135）和限制饲喂至妊娠135d（DR135）的胎儿皮肤样品进行转录组和蛋白质组学测序分析。GO富集显示,差异基因主要富集在中间纤维、中间纤维细胞骨架和角蛋白丝,KEGG分析发现显着富集的雌激素信号通路、蛋白质消化和吸收、细胞粘附分子和粘蛋白型O-聚糖生物合成与毛囊发育有关,Wnt、TGF-β/BMP信号通路在妊娠105-135d毛囊发育中仍然发挥着非常重要的作用,SFRP4、PITX1、COL9A1、COL6A5、COL2A1、BAMBI、KRT16和KRT20可能与次级毛囊发育和分枝密切相关。3.通过荧光定量PCR和免疫组化检测了SFRP2、SFRP4、BMP2、NOG和KRT16在妊娠D105、D135和DR135组胎儿毛囊中的表达,结果显示除SFRP2外,其余四个在毛囊内、外根鞘都有表达,荧光定量验证结果与转录组测序数据相吻合,表明这四个基因参与了次级毛囊发育的调控。4.从妊娠105-135d,差异蛋白主要富集在中间纤维、中间纤维细胞骨架和角蛋白丝等,KEGG富集到与毛囊发育相关的通路有雌激素信号通路、MAPK信号通路和Wnt信号通路。TCHH、CAV3、DCN、CST6、COL6A1、COL6A3、KAP3.2、KRTAP6-1、KRT34、KRT2.11、KRTAP11-1参与了该阶段次级毛囊的发育,其中TCHH、CAV3、DCN、KAP3.2可能在次级毛囊分枝中发挥了更重要的作用。本研究通过分析中国美利奴羊PF和SF的形成及其特点,从转录组和蛋白质组学两个层面揭示了毛囊发育相关基因的表达特征和规律,为研究美利奴羊毛囊形态发生和发育提供了理论依据,有助于深入探索美利奴羊SF发育和分枝的分子机制。
杨峰[8]（2020）在《内蒙古绒山羊毛囊细胞作用机制的研究》文中提出作为绒肉兼用型山羊,内蒙古绒山羊所产羊绒因其羊绒纤维（Cashmere）轻柔、纤细、柔软、保暖性好、光泽鲜亮等特点而被誉为“软黄金”和“纤维宝石”,在绒毛产业中具有重要的经济价值。内蒙古绒山羊羊绒生长具有明显的周期性变化,分为:休止期、生长期、退行期。目前已有大量的研究表明羊绒的产量和质量受次级毛囊调控,而毛囊内部具有多种类型的毛囊干细胞,其中起主要作用的为毛乳头细胞、毛芽细胞和隆凸区细胞,这些干细胞在不同时期分化或者凋亡,并相互作用、相互联系、相互影响从而推动绒山羊次级毛囊的周期演变。因此,阐明这些干细胞的作用机制有助于对毛囊及绒毛周期更深一步的理解,为提高绒毛的经济效益奠定基础。本研究基于已有的绒山羊研究结果,利用成年内蒙古绒山羊（阿尔巴斯型）个体,获取并分离皮肤毛囊细胞,通过单细胞转录组测序、组织形态学、蛋白质组学以及多色免疫荧光等分别在个体组织、细胞、转录本及蛋白质水平对内蒙古绒山羊不同时期的表达特点进行深入研究,最终获得以下主要结论:1.通过tSNE聚类分析从内蒙古绒山羊皮肤毛囊中鉴定出18个细胞簇,7种细胞类型和13个细胞状态,并描述了不同状态下细胞的关键基因和基因表达谱。其中内皮细胞、黑素细胞、毛芽细胞以及毛母质细胞只有一个细胞状态,真皮细胞有两个中间状态细胞,毛乳头细胞有四个中间状态细胞及隆凸区细胞有七个中间状态细胞,包括内外根鞘细胞。这些细胞在毛囊中相互作用,共同促进了毛囊的再生、萎缩及绒毛的生长脱落,进而推动了绒毛周期的演变。并且在拟时间分化轨迹上细胞分化先后顺序为:真皮细胞、内皮细胞、黑素细胞、毛乳头细胞、毛芽细胞、隆凸区细胞和毛母质细胞。2.通过分群标记发现了主要细胞类型新的标记基因,其中具有代表性的为:Col1a1和Lum高度表达的上皮细胞簇,Pecam1和Aqp1高度表达的内皮细胞簇,Plp1和Sox6高度表达的黑素细胞簇,Lef1和Msx1高度表达的毛乳头细胞簇,Fcgbp和P-cad高度表达的毛芽细胞簇,Sox9和Krt15高度表达的隆凸区细胞簇,Lrat和Gata3高度表达的毛母质细胞簇,Fcer1g和Laptm5高度表达的免疫细胞簇。3.结合光照长度、组织形态学和scRNA基因表达模式聚类结果发现,在生长期当光照时间达到一定阈值,黑素细胞高表达lmcd1,Fabp7,Iga6,Zfp36,Id4,Ramp1,Cryab和Hspe1,受体络氨酸激酶信号通路被激活,进而Gpc1,Gsk3b,Igfbp5,Irs1,Itgav,Stmn1,Nck1,Pak2,Pik3cb,Porr2d,Porr2h,Itsn1,Tiam1,Nrp2,Actr3,Wasf2,Stam2,Cnksr1,Nckap1,Cyfip1和Ptpn18基因表达量升高进一步激活WNT,MAPK等信号通路（细胞命运1）,即随着日光长度的增加,黑素细胞中的基因表达达到阈值进而启动毛囊周期,在退行期和休止期黑素细胞的表达同样起到引导作用,在细胞命运2中随着日光强度的减少,黑色素的表达下降到另一个阈值,毛囊周期进入退行期。当日光长度进一步减少时,黑素细胞表达降低到最低水平,毛囊周期进入休止期。由此本研究推测黑素细胞或是体内绒毛周期转变的诱导因素。4.真皮细胞具有两个中间状态细胞,一是富集到PID-AP1/IL67/ATF2/Fox途径,凋亡信号传导途径的调节,细胞分化的负调节,节律性进程等信号途径,其高表达基因有Col1a1,Cd34,Fgf7,Jund和Tmem59并且表达呈下降趋势,揭示了其在休止期毛囊凋亡的重要作用,另一个则富集到受体酪氨酸激酶信号传导,Wnt信号传导途径,MAPK信号传导途径,BMP信号传导途径及间充质细胞分化,脂肪细胞分化,成骨细胞分化等功能,高表达并且表达呈上升趋势的基因有Ddx5,Rpl7,Zfp36l1,Eif4a2,Id1,Igf2。并且多色免疫荧光结果显示真皮细胞在成熟的毛囊中主要位于毛乳头和毛干的上部,而在新新生毛囊中,它们被标记在整个毛囊中所有位置,进一步揭示了真皮细胞在毛囊周期转化中的重要功能。5.通过构建毛乳头细胞谱系分化轨迹,揭示了决定毛乳头细胞命运的关键基因,信号和功能。结果表明,毛乳头细胞在不同周期分化为四个中间细胞状态:中间细胞10在羊绒的生长和维持中显示出重要的功能高表达基因有Sfn,Krt10,Krt14,Tgm3,Krtap3-1,Cnfn,Ivl等;中间细胞1作用于细胞凋亡和羊绒脱落,主要富集了 foxo信号通路,p53信号通路等;中间细胞0启动了新的毛囊周期,维持毛囊迁移并促进羊绒的产生,主要信号通路有wnt信号通路,notch信号通路,mapk信号通路等;其中中间细胞15被认为是DP祖细胞。此外,在中间细胞1的基因表达谱中发现了占比高达84%的假基因,经过分析发现多为核糖体相关假基因,并且其在凋亡过程中起到了重要作用,这一结论促进了假基因的竞争性内源RNA（ceRNA）学说。6.在细胞命运1中,毛芽细胞接受黑素细胞传递的MAPK信号通路和DP细胞传递的Notch信号通路激活刺猬信号“on”状态,然后启动Smad基因家族,TGF-β基因家族,并进一步激活Wnt信号通路,Notch信号通路和MAPK信号通路。并且高表达了 Hmgn1,Cap1,Nop58,Rab25,Hspe1,Srsf10,Tfg,Stag1,Sp3 和Mtx2基因,从表达模式上看,毛芽细胞更像是作为信号的启动器和放大器,启动毛囊的周期,并将信号级联放大传递给隆凸区的细胞,进一步促进毛囊发育和羊绒的生长。并且在实现其功能后很快进入凋亡程序,在细胞命运2中富集到了细胞凋亡过程,细胞死亡的调节,程序性细胞死亡的调节。7.隆凸区细胞更像是高阈值反应细胞,在生长期前期基因表达并没有发生显着的变化,当毛芽细胞基因表达上升并激活相关信号通路并级联放大传递给隆凸区细胞后,在隆凸区细胞中产生了 CTGF/Hcs24-肌动蛋白（β/γ）复合物,CD98-LAT2-ITGB1 复合物,ITGA6-ITGB1-CD151 复合物,ITGA6-ITGB1-CYR61复合物,ETS2-FOS-JUN复合物和FZD5-LGR5-LRP6复合物并高表达了 Achy,Atf4,Cdk4,Egr 1/2/3,Hspa5,Id 1/3/4,Jun,Mdk,Nfil3,Ntrk2,Ptn,Robo2,Slit3,Tgfb3,Klf10,Bhlhe40,Adamts1,Cbx3和Crtc1基因,进而实现了细胞分化,发育,形态变化,增殖和毛囊结构形成。在细胞命运2中,隆凸区细胞信号通路主要富集在β-catenin破坏复合物的分解,β-catenin独立的WNT信号传导,BMP信号的负调控途径和外在凋亡信号传导途径,干细胞之间的细胞间通讯,细胞分化,揭示了隆凸区细胞向根鞘细胞分化的分支,被提取到的相关基因有:Krt19,Abhd12,Ier5,Lypd3,Dsc1,Jag1。Mgp,Npdc1,Gypc,Rnd1,Sbsn 和 Ube2s。8.关于毛母质细胞起源问题有两个方向,其一是基质细胞起源的假说（毛囊预定假说）,认为毛母质细胞由休止期后期的毛芽细胞在凋亡过程中遗留的未凋亡的细胞分支分化而来,另一个认为毛母质细胞是由生长期前期的隆凸区细胞接收到毛芽细胞信号后分化而来,在毛母质细胞的基因表达谱和信号通路富集中,虽然PID ECADHERIN NASCENT AJ途径被富集到,而P-cad是毛芽细胞的标记基因,但更多被富集到的信号通路和复合物与隆凸区细胞的更相似,所以尽管证据不够充分,但本研究的结果依旧推动了毛母质细胞由隆凸区细胞分化而来的假说。9.通过拟时间分化轨迹,细胞富集的信号通路及其基因表达谱,结合多色免疫荧光结果,本研究总结了不同细胞在不同时期信号传递的先后顺序:黑素细胞在光照长度达到一定阈值后启动毛囊周期信号,这标志着毛囊周期的启动,随后将信号传递给真皮细胞和毛乳头细胞,毛乳头细胞结合黑素细胞将信号传递到毛芽细胞,毛芽细胞启动并级联放大信号后传递给隆凸区细胞,之后隆凸区细胞分化为根鞘细胞和毛母质细胞,在休止期前期,随着根鞘细胞和毛母质细胞的凋亡过程,隆凸区细胞也随之凋亡,但凋亡过程不是完全的,其中一个分支分化为毛芽细胞并在下个毛囊周期实现其功能。10.通过蛋白质组学,本研究共检测到1903个蛋白质,其中在休止期检测到1377个蛋白,在生长期检测到687个蛋白,在退行期检测到1344个蛋白。通过可视化蛋白质之间的关系,发现仅在休止期表达的有366个蛋白质,这些蛋白质主要与毛囊细胞凋亡过程相关。仅在生长期表达的蛋白有363个蛋白质,主要与毛囊发育过程相关,只在退行期表达的蛋白有280个,在从休止期到生长期的演变过程中,富集了 20 种高价值蛋白质,包括 DLDH,EF2,KPYM,GRP75,MDHC,TNNT3,FHL等,主要参与了周期启动过程;而从生长期到退行期,富集了 63种蛋白质,包括H4,QCR,CAZA,CH60,CAZA2,MIME,FLNC等,与绒毛生长及维持相关。而从退行期到休止期,共有750个共有蛋白,揭示了退行期和休止期毛囊及绒毛具有同一性变化趋势。11.标记基因在细胞中的表达相对稳定,通过对休止期、生长期、退行期不同干细胞的标记基因进行western blot试验验证不同细胞在各时期的细胞数量的变化情况,结果显示毛乳头细胞、真皮细胞、隆凸区细胞从休止期到生长期演变过程中细胞数量持续增加,揭示了该过程毛囊发育的情况而从生长期到退行期没有这些细胞数量没有显着增加,表明毛囊结构发育完善,并且该结果验证了毛乳头细胞的数量决定了毛发的类型这一结论,而wnt1Ob和β-catenin的表达量在三个时期呈现显着增长趋势,揭示了其不仅在毛囊发育过程中起到关键作用,而且在绒毛的生长和后期维持绒毛贴附表皮中也起到至关重要作用。
李晓凯[9]（2020）在《内蒙古绒山羊不同毛被类型性状变异及其分子遗传机制的研究》文中进行了进一步梳理内蒙古绒山羊是我国着名的绒、肉兼用型地方优良山羊品种,经过30多年的系统选育工作,其不仅以绒毛品质优良闻名于世界,而且产绒量在所有绒山羊品种中亦具有明显优势。随着选育目标转变和市场需求变化,优质绒毛纤维生产是目前绒山羊育种的主要目标,在保持产绒量的同时如何降低绒纤维细度性状是今后分子生物学和数量遗传育种研究的主要方向。在生产实践及本课题组前期研究中发现,绒山羊群体中毛被类型存在遗传多样性,统计学和遗传参数估计表明,粗毛纤维性状与绒毛品质性状存在一定的遗传相关和表型相关,长毛型在各绒毛经济性状等方面具有优势。但关于毛被类型的性状变异的调控机制和遗传机理尚不清楚,在一定程度上阻碍了绒山羊的遗传改良进展。高通量测序技术的不断成熟以及测序成本的不断降低,为从多组学的角度解析复杂性状的遗传机制提供了可能。本研究以2018-2019年内蒙古亿维白绒山羊有限责任公司（原内蒙古白绒山羊种羊场）4-5月份生产性能测定数据记录为基础,通过毛被类型的详细表型观测描述、系谱记录信息、绒毛纤维的实验室测量、全基因组DNA重测序以及皮肤毛囊周期转录组测序等数据的综合挖掘分析,揭示毛被类型表型特征、遗传方式、遗传基础及表达调控的差异,为今后的绒山羊分子育种和间接选育工作提供基础。主要研究结果如下:1.通过对内蒙古绒山羊（阿尔巴斯型）不同毛被类型表型观察和描述性统计分析,发现长毛型的主要特征为全身粗毛被毛长且光亮,在群体各年龄段的比例中占有优势,约57.90%～78.70%;短毛型的主要特征为全身被毛粗短或仅四肢或背部粗毛较长,无光泽,在群体各年龄段占21.30%～42.12%。根据系谱和毛被类型数据进行遗传方式分析,推测毛被类型可能为常染色体遗传,其中长毛型显性性状。长毛型绒山羊在抓绒后体重、绒细和产绒量等方面均具有优势,可以作为今后品种选育提高的候选个体或亚群。2.全基因组重测序遗传变异检测共发现13,259,614个SNPs和2,646,292个InDels,基因组区域注释发现分别有0.60%的SNPs和0.16%的InDels属于外显子突变;其中含有错义突变和移码突变的基因分别为10,479和1,343个。基于全基因组SNP位点的群体遗传分化指数FST>0.15筛选,发现了 80,625个SNP和4,953个基因。GO功能分析注释发现富集细胞部分、核部分、线粒体包膜、线粒体膜、裂解酶活性、水解酶活性、刺激反应、细胞交流等生物学功能上,KEGG通路富集分析共发现262个信号通路,其中钙信号通路、赖氨酸降解、Notch信号通路、MAPK信号通路、WNT信号通路等与皮肤毛囊生长发育的相关信号通路中显着富集。3.利用FST和θπ相结合的滑动窗口方法进行全基因组扫描,共筛选到1,227个基因,包括长毛型特有的558个候选基因、短毛型特有的686个候选基因和长毛型与短毛型共有的17个受选择基因。其中ADA、ARID1B、UNC5C和ZEB1等已知与皮肤毛囊的生长发育相关,遗传突变会引起毛发的异常。长毛型个体中的PKIG、CDX1、GCC2、PPP1 CB、LIMS1、HDAC9、GFRA1、PDGFRB、Myo10、LATS2、PROM1、FGF16、TP73等13个基因和短毛型个体中LRPAP1、TRPV4、NELFA、CPLX1、DGKQ、NFKB1、EDA、CXCR3、FGF10、FGF13、FGFBP1、LTBP1、MBTPS2、PPP1CB、SHOC2、SOS2、KRT10、SLC6A14、SLC45A1、CACNG1、CCL19、COL4A5、FABP5、CTBP1等24个基因都是潜在的与毛被类型相关的候选基因。4.通过毛被类型（试验-对照）和毛长（混合线性模型）的GWAS分析,分别检测到12个和603个候选基因,其中检测到C6H4orf48、DGKQ、LOC108636241、LRPAP1、NAT8L、NELFA、POLN、RGS12、SLBP、TACC3、TMEM129 等基因与重组率相关,推测重组热点与毛被类型存在潜在的关系;此外毛长的功能挖掘分析,发现LRPAP1、NELFA、CPLX1、DGKQ、ABCC4、ARHGAP10、AEBP1、IL-6、DUSP6、ERRFI1、ENPP2、FARP2、ZNF407、CDH7、KIF7、TSPEAR、WNT16和CDH19等可能与毛长或毛被类型存在相关。5.利用毛被类型的名义显着性候选基因和课题组前期的不同毛被类型周期性比较转录组数据,进行WGCNA数据的挖掘分析,发现Yellow模块与毛被类型存在较强的相关性,其中CPLX1、LRPAP1、DGKQ、NELLFA、CDK5RAP2、COL18A1、FARP2、KIF7、RECQL5、RHBDF2、RIPK1、SEMA4B、TRPV4、UVSSA、ZFAT等候选基因可能与不同毛被类型存在潜在一定的相关性。6.候选位点关联验证分析,发现LRPAP1基因的第115544377位点的（G→A）的基因型与毛被类型存在极显着相关关系,即基因型（GG）与绒山羊短毛型相关;而AA或AG与绒山羊长毛型相关。本研究通过基因组选择信号、全基因组关联分析以及WGCNA等方法为从基因组层面定位了LRPAP1、TRPV4、NELFA、CPLX1、DGKQ等24个最可能与毛被类型存在相关的候选基因,为今后毛被类型的分子调控机制提供了分子基础。通过遗传变异检测获得了的大量功能突变位点也为今后绒山羊的品种分子遗传改良提供了大量的潜在的分子遗传标记。
梁欣玥[10]（2020）在《组蛋白甲基化修饰对绒山羊次级毛囊干细胞再生过程调控的研究》文中研究表明山羊绒来源于山羊皮肤的次级毛囊,是由次级毛囊干细胞诱导分化而形成。次级毛囊呈季节性周期生长,重复经历生长期、休止期、退行期这三个循环周期。本论文旨在将转录组与染色质图谱结合,从DNA水平到RNA水平较为全面的揭示次级毛囊干细胞周期生长中关键基因的调控机制。首先,我们对辽宁绒山羊的次级毛囊干细胞进行原代分离培养并进纯度鉴定;其次通过高通量转录组测序,获得了在绒山羊次级毛囊干细胞生长时期表达的RNAs;最后,对次级毛囊干细胞进行组蛋白H3K27me3,H3K4me3,H3K36me3以及H3K79me2染色质免疫共沉淀试验。本试验主要研究了生长初期以及兴盛期辽宁绒山羊次级毛囊干细胞生长过程中的分子机制以及组蛋白甲基化对辽宁绒山羊次级毛囊干细胞生长过程中的调控。本研究主要结果如下:（1）辽宁绒山羊次级毛囊干细胞的分离培养与鉴定:利用两步酶法以及组织贴壁法对辽宁绒山羊次级毛囊干细胞进行体外的分离培养并进行细胞纯化。并通过观察体外培养细胞的形态以及细胞的增殖能力,根据结果显示本试验体外培养的辽宁绒山羊次级毛囊干细胞呈现鹅卵石铺路状生长且折光度较高,细胞形态较小并有数个细胞核,细胞的粘附力较强,综上我们体外培养的次级毛囊干细胞形态符合毛囊干细胞的形态。对毛囊干细胞特异标记基因进行鉴定,鉴定结果显示毛囊干细胞标记基因在本试验培养的辽宁绒山羊次级毛囊干细胞中有较高的表达。免疫荧光鉴定显示毛囊干细胞标记基因Krt14在本试验培养的辽宁绒山羊次级毛囊干细胞阳性率为99.5%以上,纯度较高。本试验成功进行了原代辽宁绒山羊次级毛囊干细胞的分离培养,获得辽宁绒山羊次级毛囊干细胞系。（2）通过对两个月份次级毛囊干细胞进行高通量转录组测序,得到28921个m RNAs,其中20441个有表达的RNAs.（3）通过高通量转录组测序和生物信息学分析,在生长初期和兴盛期找到147个差异基因,其中在生长初期上调的m RNA有44个;其中在生长兴盛期上调的m RNA有103个,生长初期上调的基因功能注释与毛囊的形态发生有关;兴盛期上调的基因功能注释与毛囊成熟相关（4）通过Ch IP-seq以及生物信息学分析得到了辽宁绒山羊次级毛囊干细胞全基因组组蛋白修饰图谱（5）通过H3K27me3,H3K4me3,H3K36me3,H3K79me2的染色质免疫共沉淀发现组蛋白修饰信号影响基因的表达,发生H3K4me3修饰的基因表达水平较高;发生H3K27me3修饰的基因表达水平较低。
首先简单简介论文所研究问题的基本概念和背景，再而简单明了地指出论文所要研究解决的具体问题，并提出你的论文准备的观点或解决方法。
本文主要提出一款精简64位RISC处理器存储管理单元结构并详细分析其设计过程。在该MMU结构中,TLB采用叁个分离的TLB,TLB采用基于内容查找的相联存储器并行查找,支持粗粒度为64KB和细粒度为4KB两种页面大小,采用多级分层页表结构映射地址空间,并详细论述了四级页表转换过程,TLB结构组织等。该MMU结构将作为该处理器存储系统实现的一个重要组成部分。
调查法：该方法是有目的、有系统的搜集有关研究对象的具体信息。
观察法：用自己的感官和辅助工具直接观察研究对象从而得到有关信息。
实验法：通过主支变革、控制研究对象来发现与确认事物间的因果关系。
文献研究法：通过调查文献来获得资料，从而全面的、正确的了解掌握研究方法。
实证研究法：依据现有的科学理论和实践的需要提出设计。
定性分析法：对研究对象进行“质”的方面的研究，这个方法需要计算的数据较少。
定量分析法：通过具体的数字，使人们对研究对象的认识进一步精确化。
跨学科研究法：运用多学科的理论、方法和成果从整体上对某一课题进行研究。
功能分析法：这是社会科学用来分析社会现象的一种方法，从某一功能出发研究多个方面的影响。
模拟法：通过创设一个与原型相似的模型来间接研究原型某种特性的一种形容方法。
| 1 褪黑激素对Wnt10b基因的调控 |
| 2 褪黑激素对β-catenin基因的调控 |
| 3 褪黑激素对PDGF基因的调控 |
| 4 褪黑激素对Notch通路相关基因的调控 |
| 5 褪黑激素对NTRK-3基因的调控 |
| 6 褪黑激素对Noggin基因的调控 |
| 7 褪黑激素对BMP家族基因的调控 |
| 8 褪黑激素对TGF-β基因的调控 |
| 9 褪黑激素对FGF-5基因的调控 |
| 1 0 褪黑激素对Bcl-2基因的调控 |
| 1 1 褪黑激素对SOX21基因表达的调控 |
| 1 2 小结 |
| 摘要 |
| abstract |
| 缩略语表 |
| 1 引言 |
| 1.1 绒山羊皮肤功能基因组学研究进展 |
| 1.1.1 绒山羊皮肤组织EST的产生 |
| 1.1.2 绒山羊皮肤功能基因表达 |
| 1.1.3 角蛋白关联蛋白功能基因研究进展 |
| 1.1.4 绒山羊功能基因组研究现状和展望 |
| 1.2 硫在产毛动物生产中的应用研究进展 |
| 1.2.1 硫促进动物毛发生长的机理 |
| 1.2.2 硫在提高产毛动物产毛性能中的应用 |
| 1.2.3 硫氨基酸代谢功能研究进展 |
| 1.3 褪黑激素对绒毛生长的影响及其作用机理研究进展 |
| 1.3.1 褪黑激素对绒毛生长的影响 |
| 1.3.2 褪黑激素促进绒毛生长的作用机制 |
| 1.4 本研究的目的与意义 |
| 1.5 研究内容 |
| 2 研究一 绒山羊绒毛生长周期皮肤和血液转录组研究 |
| 2.1 引言 |
| 2.2 材料与方法 |
| 2.2.1 试验材料 |
| 2.2.2 RNA提取 |
| 2.2.3 文库构建及库检 |
| 2.2.4 上机测序 |
| 2.2.5 测序数据质量评估和过滤 |
| 2.2.6 测序数据比对 |
| 2.2.7 转录本检测及定量 |
| 2.2.8 差异表达基因检测 |
| 2.2.9 差异表达基因富集分析和可视化 |
| 2.2.10 LEfSe分析 |
| 2.3 研究结果 |
| 2.3.1 绒山羊皮肤和血液组织转录组测序数据质控 |
| 2.3.2 皮肤和血液转录组基因表达 |
| 2.3.3 褪黑激素对绒山羊12 个月份皮肤基因表达差异影响分析 |
| 2.3.4 褪黑激素对绒山羊12 个月份血液基因表达差异影响分析 |
| 2.3.5 褪黑激素对绒山羊血液和皮肤组织差异表达基因参与通路影响 |
| 2.3.6 绒毛生长通路基因表达丰度变化 |
| 2.4 讨论 |
| 2.5 小结 |
| 3 研究二 绒山羊高硫蛋白基因家族和硫代谢基因生物信息学分析及基因表达研究 |
| 3.1 引言 |
| 3.2 材料与方法 |
| 3.2.1 高硫蛋白基因的鉴定与分类 |
| 3.2.2 绒山羊高硫蛋白基因家族成员系统进化分析 |
| 3.2.3 保守结构域分析 |
| 3.2.4 血液和皮肤转录本检测及定量 |
| 3.2.5 高硫蛋白基因序列完善 |
| 3.2.6 绒山羊毛囊融合基因分析 |
| 3.2.7 高硫蛋白基因差异表达 |
| 3.2.8 硫代谢基因差异表达 |
| 3.2.9 加权基因共表达网络的构建 |
| 3.3 研究结果 |
| 3.3.1 高硫蛋白基因家族成员的鉴定 |
| 3.3.2 高硫蛋白基因序列优化 |
| 3.3.3 高硫蛋白基因家族成员的系统进化和基序分析 |
| 3.3.4 绒山羊毛囊高硫蛋白基因融合事件分析 |
| 3.3.5 绒山羊高硫蛋白基因在血液、皮肤全年表达分析 |
| 3.3.6 绒山羊高硫蛋白基因氨基酸表达模式分析 |
| 3.3.7 绒山羊硫代谢基因在血液、皮肤全年表达分析 |
| 3.3.8 绒山羊硫代谢基因在皮肤和血液组织表达差异的分析 |
| 3.4 讨论 |
| 3.5 小结 |
| 4 研究三 绒山羊高硫蛋白基因参与绒毛生长周期的研究 |
| 4.1 引言 |
| 4.2 材料与方法 |
| 4.2.1 试验材料 |
| 4.2.2 RNA提取 |
| 4.2.3 文库构建及库检 |
| 4.2.4 上机测序 |
| 4.2.5 测序数据质量评估和过滤 |
| 4.2.6 测序数据比对 |
| 4.2.7 转录本检测及定量 |
| 4.2.8 加权基因共表达网络的构建 |
| 4.2.9 JTK-cycle分析 |
| 4.3 研究结果 |
| 4.3.1 WGCNA网络构建 |
| 4.3.2 褪黑激素对皮肤基因调控模式的影响 |
| 4.3.3 网络模块与高硫蛋白基因的相关分析 |
| 4.3.4 模块功能富集分析 |
| 4.3.5 绒毛生长时期周期节律相关基因的鉴定 |
| 4.4 讨论 |
| 4.5 小结 |
| 5 研究四 绒山羊高硫蛋白基因等位基因特异性表达分析 |
| 5.1 引言 |
| 5.2 材料与方法 |
| 5.2.1 试验材料 |
| 5.2.2 皮肤转录组测序数据获得与比对 |
| 5.2.3 SNP和 ASE检测 |
| 5.2.4 加权共表达基因网络构建 |
| 5.2.5 转录因子和转录辅因子 |
| 5.3 研究结果 |
| 5.3.1 绒山羊染色体SNP位点表达模式分析 |
| 5.3.2 高硫蛋白基因等位基因特异性表达 |
| 5.3.3 高硫蛋白基因与ASE基因互作调控网络 |
| 5.4 讨论 |
| 5.5 小结 |
| 6 研究五 绒山羊硫代谢基因与组织特异性基因参与绒毛生长的研究 |
| 6.1 引言 |
| 6.2 材料与方法 |
| 6.2.1 试验材料 |
| 6.2.2 RNA提取 |
| 6.2.3 文库构建及库检 |
| 6.2.4 上机测序 |
| 6.2.5 测序数据质量评估和过滤 |
| 6.2.6 测序数据比对 |
| 6.2.7 转录本检测及定量 |
| 6.2.8 差异表达基因检测 |
| 6.2.9 加权基因共表达网络的构建 |
| 6.2.10 LEfSe分析 |
| 6.2.11 组学数据的通路富集分析和可视化 |
| 6.3 研究结果 |
| 6.3.1 绒山羊血液和皮肤基因空间和时间特异性表达模式分析 |
| 6.3.2 GSEA富集分析 |
| 6.3.3 组织特异性表达模式基因表达丰度变化 |
| 6.4 讨论 |
| 6.5 小结 |
| 7 总体结论 |
| 8 主要创新点 |
| 致谢 |
| 参考文献 |
| 附录 |
| 作者简介 |
| 摘要 |
| abstract |
| 1 引言 |
| 1.1 哺乳动物毛囊发生发育研究进展 |
| 1.1.1 毛囊形态发生 |
| 1.1.2 毛囊启动过程中关键信号分子 |
| 1.1.3 毛囊向下生长过程中关键信号分子 |
| 1.1.4 绒山羊毛囊发育研究进展 |
| 1.2 microRNAs(miRNAs)在毛囊发生发育过程中的作用 |
| 1.2.1 miRNAs简介 |
| 1.2.2 miRNAs在毛囊发生发育过程中的作用 |
| 1.3 研究目的与意义 |
| 2 研究一 内蒙古绒山羊胎儿期皮肤毛囊发生关键miRNA的筛选验证 |
| 2.1 试验材料 |
| 2.1.1 试验样品 |
| 2.1.2 主要仪器设备与试剂 |
| 2.2 试验方法 |
| 2.2.1 不同时期miRNAs差异表达分析 |
| 2.2.2 关键miRNA的筛选 |
| 2.2.3 qRT-PCR验证 |
| 2.2.4 双荧光素酶报告系统鉴定 |
| 2.3 试验结果 |
| 2.3.1 关键miRNAs的筛选 |
| 2.3.2 qRT-PCR验证及双荧光素酶报告基因系统检测 |
| 2.4 讨论 |
| 2.5 小结 |
| 3 研究二 chi-miR-370-3p在上皮细胞和真皮成纤维细胞水平上的功能验证 |
| 3.1 试验材料 |
| 3.1.1 试验样品 |
| 3.1.2 主要仪器设备与试剂 |
| 3.2 试验方法 |
| 3.2.1 慢病毒载体的构建和包装 |
| 3.2.2 慢病毒转染目的细胞 |
| 3.2.3 qRT-PCR验证 |
| 3.2.4 Western blot验证 |
| 3.3 试验结果 |
| 3.3.1 构建稳转上皮细胞系、真皮成纤维细胞系 |
| 3.3.2 chi-miR-370-3p在细胞水平上的功能验证 |
| 3.4 讨论 |
| 3.5 小结 |
| 4 研究三 chi-miR-370-3p对上皮细胞、真皮成纤维细胞 相关细胞生物学特征影响的研究 |
| 4.1 试验材料 |
| 4.1.1 试验样品 |
| 4.1.2 主要仪器设备与试剂 |
| 4.2 试验方法 |
| 4.2.1 DNA染色法检测各细胞系细胞周期 |
| 4.2.2 CCK8 法检测各细胞系细胞增殖 |
| 4.2.3 Annexin V-FITC/PI双染色法检测细胞凋亡 |
| 4.2.4 细胞划痕试验检测细胞迁移 |
| 4.3 试验结果 |
| 4.3.1 DNA染色法检测各细胞系细胞周期 |
| 4.3.2 CCK8 法检测细胞增殖 |
| 4.3.3 Annexin V-FITC/PI双染色法检测细胞凋亡 |
| 4.3.4 细胞划痕试验检测细胞迁移 |
| 4.4 讨论 |
| 4.5 小结 |
| 5 总体结论 |
| 致谢 |
| 参考文献 |
| 作者简介 |
| 摘要 |
| SUMMARY |
| 主要缩略词 |
| 主要氨基酸缩写 |
| 第一章 文献综述 |
| 1 山羊绒的发展与现状 |
| 2 羊绒结构及影响产绒性能的因素 |
| 2.1 毛囊的发育、生长及相关生物学途径 |
| 2.1.1 毛囊的结构 |
| 2.1.2 毛囊的发育与周期性生长 |
| 2.2 羊绒纤维的结构 |
| 2.3 影响产绒性能的因素 |
| 2.3.1 遗传因素 |
| 2.3.2 非遗传因素 |
| 3 绒山羊皮肤转录组研究进展 |
| 4 研究背景、目的及意义 |
| 4.1 研究背景 |
| 4.2 目的及意义 |
| 第二章 材料与方法 |
| 1 试验材料 |
| 2 试验方法 |
| 2.1 转录组特征分析 |
| 2.1.1 总RNA的提取及质检 |
| 2.1.2 文库构建及转录组测序 |
| 2.1.3 转录组测序数据处理 |
| 2.1.3.1 原始数据的质控、过滤及序列比对 |
| 2.1.3.2 差异表达基因注释分析 |
| 2.1.4 RT-qPCR法验证测序结果 |
| 2.1.4.1 总RNA的提取 |
| 2.1.4.2 cDNA的合成 |
| 2.1.4.3 RT-qPCR验证差异表达基因 |
| 2.2 KRTAP基因遗传特征分析 |
| 2.2.1 基因组DNA的提取 |
| 2.2.2 引物设计及PCR扩增 |
| 2.2.3 SSCP分析 |
| 2.2.3.1 聚丙烯酰胺凝胶电泳 |
| 2.2.3.2 银染显色 |
| 2.2.4 变异体核苷酸的序列测定 |
| 2.2.5 遗传特征分析 |
| 2.2.5.1 序列多态性分析 |
| 2.2.5.2 基因频率与基因型频率 |
| 2.2.5.3 有效等位基因数及遗传杂合度 |
| 2.2.5.4 群体多态信息含量 |
| 2.2.5.5 生物信息学的分析 |
| 2.2.6 基因变异与羊绒性状的关联分析 |
| 2.2.7 KRTAP基因的表达测定 |
| 第三章 结果与分析 |
| 1 转录组特征分析结果 |
| 1.1 Total RNA提取结果 |
| 1.2 皮肤转录组测序数据结果 |
| 1.3 基因表达水平及差异分析 |
| 1.3.1 表达基因的分析 |
| 1.3.2 差异表达基因的分析 |
| 1.4 差异表达基因的功能富集分析 |
| 1.4.1 GO富集分析 |
| 1.4.2 KEGG富集分析 |
| 1.5 RT-qPCR法验证差异表达基因 |
| 2.KRTAP基因遗传特征分析 |
| 2.1 KRTAP15-1 基因遗传特征分析 |
| 2.1.1 KRTAP15-1 基因核苷酸序列变异分析 |
| 2.1.2 KRTAP15-1 基因的遗传特性分析 |
| 2.1.3 KRTAP15-1 基因核苷酸序列变异与羊绒性状的关联性分析 |
| 2.2 两个KRTAP基因的鉴定 |
| 2.2.1 山羊KRTAP27-1 基因的鉴定 |
| 2.2.2 山羊KRTAP1-2 基因的鉴定 |
| 2.3 两个新鉴定的KRTAP基因遗传特征分析 |
| 2.3.1 KRTAP27-1 基因遗传特征分析 |
| 2.3.2 KRTAP1-2 基因遗传特征分析 |
| 2.4 新鉴定的KRTAP基因在不同山羊品种中的表达特性 |
| 2.4.1 KRTAP27-1 基因在不同山羊品种中的表达特性 |
| 2.4.2 KRTAP1-2 基因在不同山羊品种中的表达特性 |
| 2.5 新鉴定的KRTAP基因核苷酸序列变异与羊绒性状的关联性分析 |
| 2.5.1 KRTAP27-1 基因核苷酸序列变异与羊绒性状的关联性分析 |
| 2.5.2 KRTAP1-2 基因核苷酸序列变异与羊绒性状的关联性分析 |
| 第四章 讨论 |
| 1 皮肤转录组特征 |
| 1.1 转录组测序结果 |
| 1.2 基因表达分析 |
| 1.3 差异表达基因分析 |
| 1.4 功能富集表达分析 |
| 2 KRTAP基因遗传特征 |
| 2.1 KRTAP15-1 基因 |
| 2.2 KRTAP27-1 基因 |
| 2.3 KRTAP1-2 基因 |
| 第五章 全文结论 |
| 创新性和展望 |
| 1 创新性 |
| 2 展望 |
| 参考文献 |
| 致谢 |
| 作者简介 |
| 导师简介(一) |
| 导师简介(二) |
| 摘要 |
| ABSTRACT |
| 第一章 文献综述 |
| 1.1 绒山羊毛囊的结构及形态发生 |
| 1.1.1 绒山羊皮肤的结构 |
| 1.1.2 绒山羊毛囊的结构 |
| 1.1.3 绒山羊毛囊的形态发生 |
| 1.2 绒山羊毛囊的周期再生 |
| 1.3 毛囊周期性再生的调控机制 |
| 1.4 组蛋白甲基化修饰对毛囊周期再生的影响 |
| 1.4.1 组蛋白与基因的关系 |
| 1.4.2 组蛋白甲基化修饰方式 |
| 1.4.3 组蛋白甲基化在毛囊发育周期中的研究进展 |
| 1.5 ChIP-seq技术简介 |
| 1.6 RNA-seq技术简介 |
| 1.7 本研究的目的和意义 |
| 第二章 不同时期陕北白绒山羊毛囊中H3K27me3 在全基因组上的修饰分析 |
| 2.1 试验材料 |
| 2.1.1 试验样品的采集 |
| 2.1.2 试验主要试剂 |
| 2.1.3 试验主要仪器 |
| 2.1.4 主要分析软件 |
| 2.2 试验方法 |
| 2.2.1 ChIP试验 |
| 2.2.2 ChIP-seq文库构建和测序 |
| 2.2.3 ChIP-seq数据分析 |
| 2.3 试验结果 |
| 2.3.1 测序数据总览 |
| 2.3.2 H3K27me3 在全基因组中的修饰作用 |
| 2.3.3 陕北白绒山羊毛囊发育不同时期H3K27me3 富集Peaks的差异分析 |
| 2.3.4 Promoter区差异peaks的基因注释 |
| 2.3.5 陕北白绒山羊毛囊发育不同时期DMGs的功能富集分析 |
| 2.4 讨论 |
| 2.5 小结 |
| 第三章 不同时期陕北白绒山羊毛囊发育相关基因的差异分析 |
| 3.1 试验材料 |
| 3.1.1 试验动物及样品的采集 |
| 3.1.2 试验主要试剂和仪器 |
| 3.1.3 主要分析软件 |
| 3.2 试验方法 |
| 3.2.1 样品RNA的提取 |
| 3.2.2 RNA-seq文库构建和测序 |
| 3.2.3 RNA-seq数据分析 |
| 3.3 试验结果 |
| 3.3.1 测序数据质控与比对结果 |
| 3.3.2 陕北白绒山羊毛囊发育不同时期差异表达基因分析结果 |
| 3.3.3 陕北白绒山羊毛囊发育不同时期差异表达基因GO功能注释分析 |
| 3.3.4 陕北白绒山羊毛囊发育不同时期差异表达基因KEGG通路分析 |
| 3.4 讨论 |
| 3.5 小结 |
| 第四章 ChIP-seq和 RNA-seq关联分析筛选毛囊周期生长关键基因 |
| 4.1 试验方法 |
| 4.1.1 陕北白绒山羊毛囊发育周期中H3K27me3 修饰差异基因的筛选 |
| 4.1.2 实时荧光定量PCR(q RT-PCR)验证共有基因的表达 |
| 4.1.3 陕北白绒山羊毛囊发育周期中H3K27me3 修饰差异基因的功能注释分析 |
| 4.1.4 转录因子结合基序进行富集分析 |
| 4.2 试验结果 |
| 4.2.1 陕北白绒山羊毛囊发育周期中H3K27me3 修饰差异基因的筛选 |
| 4.2.2 RT-qPCR验证共有基因的表达 |
| 4.2.3 陕北白绒山羊毛囊发育周期中H3K27me3对DEGs的表达影响 |
| 4.2.4 陕北白绒山羊毛囊发育周期中H3K27me3 修饰差异基因的GO富集分析 |
| 4.2.5 陕北白绒山羊毛囊周期中H3K27me3 修饰差异基因的KEGG通路分析 |
| 4.2.6 H3K27me3 结合位点的转录因子motif分析 |
| 4.2.7 H3K27me3 和转录因子对生长期毛囊周期发育相关基因的调控 |
| 4.3 讨论 |
| 4.4 小结 |
| 结论与创新点 |
| 参考文献 |
| 附录 |
| 致谢 |
| 个人简历 |
| 1 毛囊的周期性生长 |
| 2 毛囊周期性生长的调控机制 |
| 2.1 褪黑素与毛囊生长发育 |
| 2.2 毛囊生长发育相关的信号通路 |
| 2.2 非编码RNA对毛囊生长发育的调控 |
| 2.2.1 mi RNA调控毛囊生长发育 |
| 2.2.2 lnc RNA调控毛囊生长发育 |
| 2.3 毛囊生长发育相关的其他蛋白质/细胞 |
| 2.3.1 ⅩⅦ型胶原蛋白 |
| 2.3.2 乳酸脱氢酶 |
| 2.3.3 调节性T细胞 |
| 3 结语与展望 |
| 摘要 |
| Abstract |
| 第1章 美利奴羊毛囊发育研究进展 |
| 1.1 前言 |
| 1.2 毛囊发育 |
| 1.2.1 毛囊发育过程 |
| 1.2.2 与毛囊发育相关的信号通路 |
| 1.2.3 毛囊发育过程的分子调控 |
| 1.2.4 美利奴羊毛囊发育特点 |
| 1.3 哺乳动物器官分枝调控因子 |
| 1.3.1 骨形态发生蛋白(BMPs) |
| 1.3.2 转化生长因子-β(TGF-β) |
| 1.3.3 成纤维细胞生长因子(FGF) |
| 1.3.4 Wnt生长因子 |
| 1.3.5 SHH |
| 1.3.6 细胞外基质(ECM)组分蛋白 |
| 1.3.7 血管内皮生长因子(VEGF) |
| 1.3.8 其他转录因子和生长因子 |
| 1.4 毛囊发育转录组与蛋白质组学研究进展 |
| 1.5 研究目的及意义 |
| 1.6 研究技术路线 |
| 第2章 营养限饲对中国美利奴羊毛囊发生和发育的影响 |
| 2.1 引言 |
| 2.2 材料和方法 |
| 2.2.1 试验材料 |
| 2.2.2 试验方法 |
| 2.3 结果与分析 |
| 2.3.1 营养限饲对母羊血液生化指标的影响 |
| 2.3.2 营养限饲对胎儿发育的影响 |
| 2.3.3 不同发育阶段毛囊的形态特征 |
| 2.3.4 营养限饲对毛囊密度和S/P值的影响 |
| 2.4 讨论 |
| 2.4.1 营养限饲对母羊机体代谢的影响 |
| 2.4.2 营养限饲对胎儿生长发育的影响 |
| 2.4.3 营养限饲抑制胎儿毛囊生长发育 |
| 2.5 小结 |
| 第3章 转录组学鉴定次级毛囊发育和分枝相关基因 |
| 3.1 引言 |
| 3.2 材料与方法 |
| 3.2.1 试验动物 |
| 3.2.2 试验方法 |
| 3.2.3 数据统计 |
| 3.3 结果与分析 |
| 3.3.1 测序数据过滤 |
| 3.3.2 参考基因组比对结果 |
| 3.3.3 样本平行性检验 |
| 3.3.4 转录本与差异表达基因(DEGs)数量 |
| 3.3.5 DEGs的GO功能分类与富集分析 |
| 3.3.6 毛囊发育不同阶段DEGs的KEGG注释与富集分析 |
| 3.3.7 毛囊发育相关基因的表达模式 |
| 3.3.8 次级毛囊分枝相关基因的鉴定 |
| 3.3.9 差异表达基因的qPCR验证 |
| 3.3.10 候选基因的在不同妊娠期胎儿毛囊中的表达 |
| 3.4 讨论 |
| 3.4.1 Wnt信号通路基因在毛囊发育中的作用 |
| 3.4.2 TGF-β/BMP信号通路基因在毛囊发育中的作用 |
| 3.4.3 PITX1在毛囊发育中的作用 |
| 3.4.4 KRT16在毛囊发育中的作用 |
| 3.5 小结 |
| 第4章 蛋白质组学与转录组学联合分析次级毛囊发育关键基因 |
| 4.1 引言 |
| 4.2 材料与方法 |
| 4.2.1 试验材料 |
| 4.2.2 试验方法 |
| 4.3 结果与分析 |
| 4.3.1 鉴定和定量结果评估 |
| 4.3.2 差异丰度蛋白鉴定及统计 |
| 4.3.3 差异蛋白GO功能分类与富集 |
| 4.3.4 KEGG注释与富集分析 |
| 4.3.5 差异蛋白互作网络(PPI)分析 |
| 4.3.6 蛋白质组与转录组关联分析 |
| 4.4 讨论 |
| 4.4.1 与毛囊发育相关GO功能分析 |
| 4.4.2 与毛囊发育有关的KEGG通路 |
| 4.4.3 KRTs和RPSs对毛囊发育的影响 |
| 4.4.4 关联分析鉴定关键基因 |
| 4.5 小结 |
| 结论 |
| 展望 |
| 参考文献 |
| 致谢 |
| 个人简历、在学期间发表的学术论文与研究成果 |
| 摘要 |
| Abstract |
| 缩略语表 |
| 1 引言 |
| 1.1 绒山羊概况 |
| 1.2 皮肤毛囊结构及细胞类型研究进展 |
| 1.3 单细胞转录组学概述 |
| 1.4 蛋白质组学概况 |
| 1.5 本研究的目的、意义及主要研究内容 |
| 1.6 技术路线图 |
| 2 研究一 单细胞转录组学揭示绒毛周期转换的调控机制 |
| 2.1 材料与方法 |
| 2.1.1 试验材料 |
| 2.1.2 试验主要仪器与试剂 |
| 2.1.3 试验方法 |
| 2.2 结果与分析 |
| 2.2.1 毛囊细胞的分离 |
| 2.2.2 毛囊周期中的单细胞测序和细胞异质性的表征 |
| 2.2.3 揭示不同毛囊周期中细胞命运决定和中间状态细胞 |
| 2.2.4 毛囊周期的分支分析 |
| 2.2.5 基于伪时间排序分析揭示所有细胞簇的细胞命运 |
| 2.2.6 细胞命运1细胞分化和基因表达促进毛囊周期从休止期到生长期过渡 |
| 2.2.7 细胞命运2细胞动力学和基因表达促进毛囊周期从生长期向退行期演变 |
| 2.3 讨论 |
| 2.4 小结 |
| 3 研究二 单细胞转录组学揭示绒山羊毛囊真皮乳头细胞的中间状态和功能 |
| 3.1 材料与方法 |
| 3.1.1 试验材料 |
| 3.1.2 试验主要仪器与试剂 |
| 3.1.3 试验方法 |
| 3.2 结果与分析 |
| 3.2.1 毛乳头细胞群体鉴定 |
| 3.2.2 DP细胞簇分离及命运决定 |
| 3.2.3 分支点4分析-休止期凋亡细胞命运 |
| 3.2.4 DP细胞命运的转变-休止期的结束和生长期的启动 |
| 3.2.5 DP细胞命运3--毛囊周期的启动 |
| 3.2.6 DP细胞的最终命运-毛囊结构发育完成,旧发脱落和新发生长 |
| 3.3 讨论 |
| 3.4 小结 |
| 4 研究三 蛋白质组学揭示毛囊周期中蛋白表达变化规律 |
| 4.1 材料与方法 |
| 4.1.1 试验材料 |
| 4.1.2 试验主要仪器与试剂 |
| 4.1.3 试验方法 |
| 4.2 结果与分析 |
| 4.2.1 液相色谱质谱联用数据采集 |
| 4.2.2 不同毛囊周期的主成分分析及蛋白鉴定 |
| 4.2.3 蛋白功能探究及分类 |
| 4.3 讨论 |
| 4.4 小结 |
| 5 研究四毛囊周期中毛囊细胞的位置、数量变化及细胞迁移的规律研究 |
| 5.1 材料与方法 |
| 5.1.1 试验材料 |
| 5.1.2 试验主要仪器与试剂 |
| 5.1.3 试验方法 |
| 5.2 结果与分析 |
| 5.2.1 休止期毛囊细胞的鉴定与定位 |
| 5.2.2 生长期前期毛囊结构及细胞动态变化分析 |
| 5.2.3 生长期毛囊细胞的动态变化及位置的迁移分析 |
| 5.2.4 退行期毛囊细胞的动态变化及位置的迁移分析 |
| 5.3 讨论 |
| 5.4 小结 |
| 6 研究五 毛囊细胞表达在蛋白水平及细胞水平的验证 |
| 6.1 材料与方法 |
| 6.1.1 试验材料 |
| 6.1.2 试验主要仪器与试剂 |
| 6.1.3 试验方法 |
| 6.2 结果与分析 |
| 6.2.1 Western blot揭示细胞数量及基因表达量的变化 |
| 6.2.2 质粒构建结果 |
| 6.2.3 毛囊细胞培养与鉴定 |
| 6.2.4 毛囊细胞转染 |
| 6.2.5 荧光定量检测 |
| 6.3 讨论 |
| 6.4 小结 |
| 7 全文主要结论、创新点及下一步研究展望 |
| 7.1 全文主要结论 |
| 7.2 创新点 |
| 7.3 下一步研究展望 |
| 致谢 |
| 参考文献 |
| 作者简介 |
| 摘要 |
| Abstract |
| 1 引言 |
| 1.1 哺乳动物被毛的起源与演化 |
| 1.2 哺乳动物被毛的生物学特征与开发利用 |
| 1.2.1 哺乳动物被毛的生物学特征 |
| 1.2.2 哺乳动物被毛的开发利用 |
| 1.3 哺乳动物皮肤毛囊的生物学特征 |
| 1.4 皮肤毛囊发生发育的基本规律 |
| 1.4.1 毛囊的形态发生过程 |
| 1.4.2 毛囊的周期性变化过程 |
| 1.4.3 皮肤毛囊与绒毛生长发育的相关因子 |
| 1.5 山羊起源与绒山羊遗传资源现状 |
| 1.6 动物毛被特征多样性研究进展 |
| 1.6.1 哺乳动物毛被特征多样性及其遗传基础 |
| 1.6.2 绒山羊毛被类型多样性研究进展 |
| 1.7 遗传标记种类 |
| 1.8 高通量测序技术及其在山羊中的研究应用 |
| 1.8.1 全基因组重测序 |
| 1.8.2 转录组测序 |
| 1.8.3 基因芯片 |
| 1.9 家畜育种的理论方法与生物技术 |
| 1.10 本文研究的目的、意义和内容方法 |
| 1.11 技术路线图 |
| 2 研究一 内蒙古绒山羊不同被毛类型的性状差异分析 |
| 2.1 前言 |
| 2.2 试验材料 |
| 2.3 试验方法 |
| 2.3.1 检测指标 |
| 2.3.2 数据处理与统计分析 |
| 2.4 结果与分析 |
| 2.4.1 不同毛被类型绒山羊的表型特征描述 |
| 2.4.2 不同毛被类型绒毛样品的实验室观察 |
| 2.4.3 毛被类型的遗传方式 |
| 2.4.4 不同年龄毛被类型的比例 |
| 2.4.5 不同毛被类型的特征分布 |
| 2.4.6 不同毛被类型对产绒量、绒厚和抓绒后体重的影响 |
| 2.4.7 不同毛被类型极端个体表型性状的统计与方差分析 |
| 2.5 讨论 |
| 2.5.1 不同毛被类型的分布与遗传方式 |
| 2.5.2 不同毛被类型的绒毛品质差异 |
| 2.6 小结 |
| 3 研究二 内蒙古绒山羊的遗传变异检测及FST分化位点的挖掘研究 |
| 3.1 前言 |
| 3.2 试验材料 |
| 3.3 试验方法 |
| 3.3.1 基因组DNA的提取 |
| 3.3.2 全基因组测序 |
| 3.3.3 基因组遗传变异检测与注释 |
| 3.3.4 功能突变的基因注释与GO/KEGG富集分析 |
| 3.3.5 全基因组SNP位点FST筛选与GO/KEGG富集分析 |
| 3.4 结果与分析 |
| 3.4.1 DNA提取结果 |
| 3.4.2 测序质量与结果统计 |
| 3.4.3 遗传变异的基因组区域分布特征 |
| 3.4.4 错义突变SNP基因注释与GO/KEGG研究 |
| 3.4.5 移码突变InDels的基因注释与GO/KEGG功能研究 |
| 3.4.6 功能突变的韦恩图分析 |
| 3.4.7 全基因组SNP位点F_(ST)分布特征 |
| 3.4.8 FST遗传分化SNP位点的基因组区域注释 |
| 3.4.9 候选基因的GO功能注释与KEGG富集分析 |
| 3.5 讨论 |
| 3.5.1 遗传变异的基因组特征 |
| 3.5.2 错义突变基因的挖掘分析 |
| 3.5.3 移码突变基因的挖掘分析 |
| 3.5.4 具有移码突变和错义突变基因的挖掘分析 |
| 3.5.5 遗传分化较大的候选基因 |
| 3.5.6 FGF5基因突变信息 |
| 3.6 小结 |
| 4 研究三 绒山羊不同毛被类型的全基因组扫描分析 |
| 4.1 前言 |
| 4.2 试验材料 |
| 4.3 试验方法 |
| 4.3.1 连锁不平衡分析 |
| 4.3.2 群体遗传结构分析 |
| 4.3.3 全基因组选择信号扫描分析 |
| 4.3.4 受选择基因的GO功能注释与KEGG富集分析 |
| 4.4 结果与分析 |
| 4.4.1 群体遗传结构特征 |
| 4.4.2 不同毛被绒山羊选择信号 |
| 4.4.3 长毛型绒山羊受选择基因的功能富集分析 |
| 4.4.4 短毛型绒山羊受选择基因的功能富集分析 |
| 4.5 讨论 |
| 4.5.1 绒山羊遗传结构特征 |
| 4.5.2 长毛型绒山羊的受选择候选基因 |
| 4.5.3 短毛型绒山羊的受选择候选基因 |
| 4.5.4 共有的受选择基因 |
| 4.6 小结 |
| 5 研究四 绒山羊不同毛被类型及毛长的全基因组关联分析 |
| 5.1 前言 |
| 5.2 试验材料 |
| 5.3 试验方法 |
| 5.3.1 不同毛被类型的试验-对照GWAS分析 |
| 5.3.2 毛长性状的混合线性模型分析 |
| 5.4 结果与分析 |
| 5.4.1 典型毛被类型表型描述性统计分析结果 |
| 5.4.2 不同毛被类型的GWAS分析 |
| 5.4.3 不同毛被类型的候选基因的蛋白互作分析 |
| 5.4.4 毛长性状的GWAS |
| 5.4.5 毛长候选基因的GO功能注释与KEGG富集分析 |
| 5.5 讨论 |
| 5.5.1 毛被类型GWAS的候选基因 |
| 5.5.2 毛长性状GWAS的候选基因 |
| 5.6 小结 |
| 6 研究五 整合GWAS和WGCNA分析挖掘毛被类型相关的候选基因 |
| 6.1 前言 |
| 6.2 试验材料 |
| 6.3 试验方法 |
| 6.3.1 数据筛选与获得 |
| 6.3.2 权重共表达网络构建 |
| 6.3.3 毛被类型相关模块的筛选及基因表达模式分析 |
| 6.3.4 模块基因的GO/KEGG富集分析 |
| 6.3.5 模块基因互作网络关系图的构建 |
| 6.3.6 基因蛋白-蛋白互作网络构建 |
| 6.4 结果与分析 |
| 6.4.1 权重基因共表达网络的构建 |
| 6.4.2 共表达网络构建及模块筛选 |
| 6.4.3 模块基因表达模式分析 |
| 6.4.4 模块基因GO功能注释与KEGG富集分析 |
| 6.4.5 基因网络关系图 |
| 6.4.6 蛋白-蛋白互作网络分析 |
| 6.5 讨论 |
| 6.5.1 WGCNA的Yellow模块的候选基因 |
| 6.5.2 候选基因的功能分析 |
| 6.5.3 共有基因的潜在功能研究 |
| 6.6 小结 |
| 7 研究六 候选基因的表达趋势及与毛被类型的关联分析验证 |
| 7.1 前言 |
| 7.2 试验材料 |
| 7.3 试验方法 |
| 7.3.1 候选基因的RPKM表达趋势分析 |
| 7.3.2 DNA提取与质检 |
| 7.3.3 引物设计 |
| 7.3.4 PCR反应 |
| 7.3.5 Sanger测序 |
| 7.3.6 相关性统计分析 |
| 7.4 结果与分析 |
| 7.4.1 样本DNA质量与完整性 |
| 7.4.2 Sanger测序结果 |
| 7.4.3 候选基因的表达趋势分析 |
| 7.4.4 候选SNP位点与毛被类型关联分析 |
| 7.5 讨论 |
| 7.6 小结 |
| 8 全文主要研究结论 |
| 9 展望 |
| 致谢 |
| 参考文献 |
| 附录 |
| 作者简介 |
| 摘要 |
| Abstract |
| 第一章 前言介绍 |
| 1.1 绒山羊简介 |
| 1.2 毛囊介绍 |
| 1.2.1 毛囊结构 |
| 1.2.2 毛囊发生 |
| 1.2.3 毛囊的周期生长以及次级毛囊生长发育规律 |
| 1.3 干细胞介绍 |
| 1.3.1 毛囊干细胞的定位 |
| 1.3.2 毛囊干细胞与毛囊再生 |
| 1.3.3 毛囊干细胞生长的分子调控 |
| 1.3.4 毛囊干细胞的应用 |
| 1.3.5 毛囊干细胞标记基因的研究 |
| 1.3.6 毛囊干细胞培养方法 |
| 1.4 组蛋白修饰介绍 |
| 1.4.1 表观遗传学 |
| 1.4.2 组蛋白修饰的研究 |
| 1.4.3 ChIP-seq应用 |
| 1.4.4 组蛋白修饰对基因表达的影响 |
| 1.5 研究目的与意义 |
| 第二章 次级毛囊干细胞分离培养与转录组分析 |
| 2.1 材料与试剂 |
| 2.1.1 试验动物 |
| 2.1.2 主要仪器设备和试剂 |
| 2.1.3 主要试剂的配制 |
| 2.1.4 统计及分析软件 |
| 2.2 试验方法 |
| 2.2.1 次级毛囊干细胞分离培养 |
| 2.2.2 次级毛囊干细胞的传代 |
| 2.2.3 次级毛囊干细胞的纯度鉴定 |
| 2.2.4 次级毛囊干细胞转录组测序 |
| 2.2.5 次级毛囊干细胞标记基因鉴定 |
| 2.3 结果与分析 |
| 2.3.1 次级毛囊干细胞形态鉴定 |
| 2.3.2 次级毛囊干细胞免疫组化纯度鉴定 |
| 2.3.3 次级毛囊干细胞标记基因鉴定 |
| 2.3.4 次级毛囊干细胞生长期与兴盛期分子特征分析 |
| 2.3.5 调控次级毛囊干细胞再生过程的基因功能分析 |
| 2.4 讨论 |
| 2.4.1 次级毛囊干细胞的分离培养 |
| 2.4.2 免疫荧光鉴定细胞纯度 |
| 2.4.3 次级毛囊干细胞RNA的提取 |
| 2.4.4 高通量测序和生物信息学分析 |
| 2.4.5 mRNA在干细胞中的表达 |
| 第三章 组蛋白甲基化对次级毛囊干细胞再生过程的研究 |
| 3.1 材料与试剂 |
| 3.1.1 试验动物 |
| 3.1.2 主要仪器设备与试剂 |
| 3.2 试验方法 |
| 3.2.1 染色质免疫共沉淀(ChIP) |
| 3.2.2 染色质免疫共沉淀(ChIP)样品的建库与测序 |
| 3.3 结果与分析 |
| 3.3.1 染色质免疫共沉淀(ChIP) |
| 3.3.2 组蛋白甲基化对次级毛囊干细胞的调控 |
| 3.3.3 组蛋白甲基化调控次级毛囊干细胞基因表达 |
| 3.3.4 组蛋白甲基化复杂状态对次级毛囊干细胞基因的调控 |
| 3.4 讨论 |
| 3.4.1 染色质免疫共沉淀(ChIP) |
| 3.4.2 组蛋白甲基化修饰与基因表达 |
| 结论 |
| 参考文献 |
| 致谢 |
| 攻读学位期间文章发表情况 |
